Bryologie

Allgemeines zur Mooskunde

Literatur, Moose bestimmen, Artenschutz, Praxistipps

Den Einstieg finden

Moose sind zunächst eines, nämlich klein. Eine Aufsammlung aller Moose aus der näheren Umgebung passt in einen oder wenige Schuhkartons und damit auch spielend in eine Studentenbude. Die größten einheimischen Arten erreichen rund 30 cm Höhe, die meisten sind aber nur wenige Zentimeter groß, die Ästchen der kleinsten nicht mal einen Millimeter breit (z. B. Microlejeunea ulicina). Das Interesse an diesen kleinen Organismen kann ganz urplötzlich erwachen, etwa dann, wenn man aus Neugier mal den aus der Ferne betrachtet "schmutzig grünen Überzug" auf einem Waschbeton-Mülltonnenschrank oder einem Baumstamm unter die Lupe genommen hat: Viele verschiedene Pflänzchen von unterschiedlichster Gestalt, von bandförmigen Strukturen bis hin zu kleinen Bäumchen mit runden oder spitze Blättchen. Weltweit unterscheidet man rund 20000 verschieden Arten. Der Verbreitungsatlas der Moose Deutschlands (Meinunger & Schröder 2007) enthält Verbreitungskarten für 1159 Moose (siehe hierzu auch das Portal Moosedeutschland.de). Von diesen sind nach traditioneller Einteilung ein Viertel Leber- und Hornmoose, der überwiegende Teil sind Laubmoose. Während das deutsche Wort Moos alle 3 Gruppen umfasst, meint das englische "moss" nur ein Laub- oder Torfmoos, Lebermoose werden "liverworts" und Hornmoose "hornworts" genannt.

Will man diese Winzlinge mit ihrem Namen ansprechen, benötigt man ein Minimum technischer Hilfsmittel, aktuelle Bestimmungsliteratur und die erforderlichen Kenntnisse über den Aufbau und die Lebensweise von Moosen, um die im Bestimmungsschlüssel gestellten Fragen korrekt beantworten zu können. Lehr- und Praktikumsbücher sind hier eine gute Hilfe und auf lange Sicht wohl auch unverzichtbar.

Marchantia alpestris, Encumeada/Madeira, Foto: Stapper
Marchantia alpestris, Encumeada/Madeira, Foto: Stapper

Doch wer das Lernen am Monitor gewohnt ist, sollte anfangs nur in ein, zwei Bestimmungsbücher investieren (z. B. Frey et al. 2006, Frahm & Frey 2003 oder Nebel & Philippi 2000-2006, s. unten) und ansonsten das Internet bemühen. So wurde auf dieser Website auf eine allgemeine Darstellung der Moose verzichtet, denn das erledigt die umfangreiche deutsche Wikipedia-Seite über Moose hervorragend (der Artikel wurde zu Recht in die Liste der lesenswerten Wikipedia-Artikel aufgenommen).

Sehr empfehlenswert ist das im Internet verfügbare Online-Bryologie-Lehrbuch von Janice Glime, einer kürzlich emeritierten Professorin an der Michigan Technological University: Glime, Janice M. 2007: Bryophyte Ecology - Ebook sponsored by Michigan Technological University and the International Association of Bryologists. - http://www.bryoecol.mtu.edu. Die einzelnen Bände und Kapitel, alle im praktischen Portable Document Format (pdf), entstehen nach und nach und werden bei Bedarf aktualisiert. Vom Generationszyklus über morphologische Adaptationen der Moose oder ihre Verwendung in der Medizin und im Gartenbau (japanische Gärten...) wird in diesem reichlich illustrierten Lehrbuch wahrlich jedes Thema über und um Moose behandelt. Viele der Moos-Fotos in diesem Werk stammen übrigens vom Freiburger Moos-Fotografen und BLAM-Mitglied Michael Lüth. Auf dieser Website finden Sie unter "Links" zahlreiche Websites mit Bildergalerien, die Ihnen bei der Bestimmungsarbeit hilfreich sein sollten.

Um die Fragen in den Bestimmungsschlüsseln zu verstehen und um sich generell mit der bryologischen Terminologie vertraut zu machen, kann man einerseits die Glossare in den Bestimmungswerken verwenden, aber auch das mehrsprachige Online-Glossar, das unter www.tropicos.org zugänglich ist: im Menü über -> "Tools" -> "Glossary" auswählen, dort "Mesoamerican Project Glossary" durch Antippen des kleinen Dreiecks in "Bryophyte" verändern und den Suchbegriff im Fenster "Term" in der auszuwählenden Sprache Englisch, Deutsch, Spanisch oder Portugisisch eingeben und dann mit "Search" abschicken.

Plagiomnium undulatum, Seta, quer; Foto: Stapper
Plagiomnium undulatum, Seta, quer; Foto: Stapper

Es ist nicht empfehlenswert und auch gar nicht nötig, alleine die Welt der Moose zu betreten. Weder ein Buch oder eine noch so gut aufgemachte Website kann z. B. eine Exkursion mit versierten Leuten ersetzen! Die BLAM veranstaltet jedes Jahr eine so genannte "Hauptexkursion", auf der man viele Moos-Interessierte kennen lernen kann. Auch Volkshochschulen, regionale Vereine oder (in NRW) die biologischen Stationen veranstalten Exkursionen oder auch Seminare über Moose, die manchmal im Veranstaltungskalender der BLAM zu finden sind. Über das BLAM-Web, die Mailingliste der BLAM für Moos- und Flechten-Interessierte in Mitteleuropa, kann man sich z. B. mit Leuten aus der Umgebung zu gemeinsamen Exkursionen verabreden. Auch auf anderen Internetforen erfährt man von bryologisch interessierten Menschen oder kann dort die eigenen Ergebnisse präsentieren, z. B. Fotos von Moosen oder Details von Moosen, wie derzeit im deutschsprachigen Diskussionsforum Mikroskopie.de.

Insbesondere in grenznahen Regionen lohnt sich die Kontaktaufnahme zu Vereinen in den Nachbarländern, z. B. in den Niederlanden, der Schweiz oder Tschechien. Ebenso empfehlenswert ist ein Blick auf das Veranstaltungsprogramm einer in der Nähe befindlichen Universität. Oft gibt es an lokalen Naturkundemuseen bryologisch fachkundige Personen, die geradezu warten, endlich auf Moose angesprochen zu werden. Am Wohnort bestehen möglicherweise naturkundliche Vereinigungen, die sich mit ähnlich gelagerten Themen befassen und wo man andere Menschen für Moose begeistern kann.

Notwendige technische Hilfsmittel - was ist das Minimum?

Wenn man die Moosflora eines Gebietes und die von den jeweiligen Arten besiedelten Substrate bereits gut kennt, wird man viele Arten auch ohne Hilfsmittel sofort ansprechen können. Aber grundsätzlich gilt: Moose sind klein und die zur korrekten Bestimmung wesentlichen Merkmale sind ohne technische Hilfsmittel nicht zu erkennen.

Wichtigstes Hilfsmittel ist eine 10fach vergrößernde Lupe. Ideal sind so genannte Einschlaglupen, weil hierbei die Linse bei Nichtgebrauch in einem Gehäuse geschützt ist. Es gibt Modelle in unterschiedlichster Ausführung und Preisklasse, und "teuer" heißt nicht zugleich "gut" in der Anwendung. Einfache, am häufigsten benutzte und vollauf ausreichende Modelle bestehen aus zwei plankonvexen Linsen, wobei die planen Flächen jeweils außen liegen. Preislage ab 5 Euro auf dem Flohmarkt. Einziger Nachteil ist, dass Feuchtigkeit zwischen diese Linsen gelangen kann und dann das System von innen beschlägt und somit trübe wird. Das ist zumeist dann der Fall, wenn man an besonders feuchten Stellen nach langer Regenwanderung die ganz besonders interessanten Arten erwartet...

Leuchtlupe 'Lichen candelaris'; Herstellerfoto: Erich Zimmermann, Lüterswil, CH
Leuchtlupe "Lichen candelaris"; Herstellerfoto: Erich Zimmermann, Lüterswil, CH

Besser und deutlich teurer sind verkittete Triplett-Lupen. Diese bestehen aus drei miteinander verklebten Linsen, Beschlagen von innen ist also unmöglich, und auch das nutzbare Gesichtsfeld dieser Lupen ist, bei gleichem Linsendurchmesser, meist größer. Spitzenreiter sind sogenannte Kombi-Lupen, die aus mehreren Linsensystemen (zumeist Tripletts) bestehen, die miteinander kombiniert werden können und Vergrößerungen von z. B. 10- bis 28fach erlauben (Weinschenklupe). Ein Mitglied der BLAM, Erich Zimmermann, fertigt seit einigen Jahren mit Tripletten versehene, robuste Leuchtlupen an (nebenstehende Abbildung), die zwar sehr teuer sind, aber aufgrund der Beleuchtung mittels weißer LEDs ebenso praktisch. Über das Internet sind Leuchtlupen aus z. B. chinesischer Produktion von teils hervorragender optischer Qualität mit unterschiedlicher Vergrößerung und mit weißen oder UV-LEDs zu erwerben. Moose (oder Flechten) in einem Borkenriss am Stammfuß eines Waldbaumes kann man zwar auch mit einer unbeleuchteten Lupe erkennen, doch wenn die zweite Hand dabei eine Lampe hält, merkt man sehr rasch, dass eine dritte Hand zum Abstützen fehlt...

Am Anfang nicht zwingend notwendig ist ein Stereomikroskop. Ebenso wie ein Fernglas besitzt dieses Auflichtmikroskop 2 getrennte optische Tuben und ermöglicht somit räumliches Sehen ("Feldstecher für die extreme Nähe") bei Vergrößerungen zwischen typischerweise 10- und 60fach. Muss man Querschnitte von z. B. Seten oder Moosblättchen anfertigen, dann erledigt man das am besten und leichtesten unter stereomikroskopischer Kontrolle. Schon aufgrund ihres doppelten optischen Aufbaus sind diese Geräte meist recht teuer. Einfache Stereomikroskope mit fester Vergrößerung kann man schon für 200,- Euro erwerben, für langlebige Laborausführungen mit stufenloser Vergrößerungswahl sind mindestens 1500,- Euro anzulegen, und je nach Marke und Ausstattung steigen die Preise ins Unermessliche. Im mittleren Preissegment ist ein Fototubus relativ teuer und verzichtbar, da in den meisten Fällen ein Makroobjektiv an einen Balgengerät deutlich bessere Bilder ermöglicht. Für hochpreisige Stereomikroskope im fünfstelligen Eurobereich dürfte das anders sein. Bevor man sich ein Stereomikroskop anschafft, sollte man z. B. im Forum mikroskopie.de stöbern und ggf. dort um Tipps anfragen. Auch das englischsprachige Micsape-Magazine ist eine Fundgrube für Tipps und Ideen rund um die Mikroskopie.

Tortula virescens, Blattquerschnitt mit Papillen; Foto: Stapper; man erkennt leicht, dass dieses Foto aus einer Fokusserie zusammengerechnet wurde (s. u.)
Tortula virescens, Blattquerschnitt mit Papillen; Foto: Stapper; man erkennt leicht, dass dieses Foto aus einer Fokusserie zusammengerechnet wurde (s.u.)

Unverzichtbar ist ein Mikroskop. Dies muss kein High-End-Gerät sein. Praktisch jedes Kursmikrokosp mit einäugigem Einblick, 40- bis 400facher Vergrößerung, Kondensor und Beleuchtung reicht schon aus.

Anstelle der elektrischen Beleuchtung (ideal: LED) reicht sogar ein Spiegel, was im Gelände ganz praktisch sein kann (Baumstumpf als "Mikroskoptisch"...). Aber ganz so spartanisch muss es nicht zugehen. Ein Objektführer (Kreuztisch) erleichtert die Arbeit ungemein, ein höhenverstellbarer und zentrierbarer Kondensor mit Irisblende ist heute Standard, und beidäugiges Sehen durch einen Binokulartubus ist zumindest sehr komfortabel. Sofern man nicht durch das Mikroskop fotografieren möchte, kann man sich mit einfachen Objektiven begnügen, die nahe der optischen Achse sehr scharf abbilden (Achromat, Clinical-Plan-Achromat). Phasenkontrast wird man in der Bryologie so gut wie nie benötigen, und "normale" Durchlicht-Objektive ohne Phasenring bilden kontrastreicher ab als die ansonsten baugleichen, aber "beringten" Phaco-Objektive.

Phascum vlassovii, Blattquerschnitt mit Papillen; Foto: Stapper
Phascum vlassovii, Blattquerschnitt mit Papillen; Foto: Stapper

Sehr hilfreich und oft als "Interferenzkontrast des armen Mannes" bezeichnet ist die so genannte schiefe oder zirkulär schiefe Beleuchtung, die man mittels eines Stück Pappe oder einem zwischen Kondensor und Lichtquelle gehaltenen Stift sehr einfach realisieren kann. Will man ein größeres Gesichtsfeld (Sehzahl 23 etc.), dann muss man wegen der insgesamt größer ausgeführten Optik deutlich tiefer in die Tasche greifen. Heutige Markenmikroskope sind mit sogenannter Unendlich-Optik ausgestattet (das Objektiv bildet im Unendlichen ab, eine Tubuslinse erzeugt das Zwischenbild, dies erleichtert den Einsatz zwischengeschalteter Optiken), was allein aber nicht heißt, dass sie guten Endlich-Systemen (das Objektiv allein erzeugt das Zwischenbild, Okular und Objektiv sind zur Bildfehlerkorrektur aufeinander abgestimmt) in der Abbildungsgüte überlegen sein müssen. Auf die Nennung von Markennamen wird hier absichtlich verzichtet. Ähnlich wie im Fall der Stereomikroskope wird für weitere Informationen zu einzelnen Modellen der Besuch einschlägiger Internetforen und Hersteller-Websites empfohlen. Von letzteren kann man eventuell auch Anleitungen zur Pflege der Geräte herunterladen. Vor dem Kauf sollte man mit dem Händler oder Außendienstmitarbeiter einen Termin verabreden, um die in Frage kommenden Geräte mit für die zukünftige Anwendung typischen Präparaten auszuprobieren. Für den Umgang mit dem Mikroskop und was man an Kleinteilen benötigt wird auf die "Mikrofibel" (Henkel 2003) verwiesen. Bevor man sich ein gebrauchtes Gerät zulegt oder eines selbst zerlegt reinigt, sollte man vorher unbedingt fachkundigen Rat einholen.

Was man im Gelände zusätzlich zur Lupe dabei haben sollte: einen Spachtel zum Abheben von Moosrasen vom Erdboden oder glatten Gesteinen; ein Messer mit möglichst kurzer Klinge, die sich sicher führen lässt, um Moose zu ernten oder Polster zu zerteilen; eine kleine Zerstäuberflasche mit Wasser, um trockene Moose zu "beregnen"; einen Sortierkasten aus Plastik, in dem man Moosproben unter Erhalt ihrer Struktur mitnehmen kann, um sie später daheim zu fotografieren; Butterbrottüten ("Jausensackerl") oder aus A4-Bögen gefaltete Herbarkapseln, oder billiger: Zeitungspapier als Verpackung für die Moosproben. Mehr zum Thema Moose sammeln finden Sie hier.

 

Allgemeine Darstellungen und Lehrbücher

Einzelbände

  • BRESINSKY, A. (1998). Bryophyta. SS. 634-52 in: Strasburger´s Lehrbuch für Botanik für Hochschulen, 34. Aufl. Stuttgart (G. Fischer).
  • FRAHM, J.-P. (2001): Biologie der Moose, Heidelberg, 357S.
  • FRAHM, J.-P. (2006): Moose - Eine Einführung - 237 S., 266 meist farbige Abbildungen. Softcover (149 x 210 mm). Weissdorn-Verlag Jena (ISBN 3-936055-53-X).
  • GLIME, J.M. (Hrsg.) (1988): Methods in Bryology. Nichinan (Hattori Bot. Lab.).
  • GLIME, J. M. 2007: Bryophyte Ecology - Ebook sponsored by Michigan Technological University and the International Association of Bryologists. - http://www.bryoecol.mtu.edu.
  • MALCOLM, B., MALCOLM, N. (2006): Mosses and Other Bryophytes. - An illustrated Glossary. - 2nd Ed. - Micro-Optics Press. - ISBN 0-9582224-7-9
  • PARIHAR, N.S.(1965): An introduction to embryophyta. Vol. I. Bryophyta. Allahabad.
  • PORLEY, R. HODGETTS, N. (2005): Mosses and Liverworts. - HarperCollins Publ. London. ISBN 0-00-717400-4 (Paperback)
  • RICHARDSON, D.H.S. (1981): The Biology of Mosses. Oxford (Blackwell).
  • SCHOFIELD, W.B. (1985): Introduction to Bryology. New York (Macmillan).
  • SCHUSTER, R.M. (1983-84): New Manual of Bryology, 2 Bde., Nichinan.
  • SMITH, G.M. (1955): Cryptogamic Botany. Vol. 2 Bryophytes and Pteridophytes. 2. ed. New York (McGraw-Hill).
  • VERDOORN, F. (Hrsg.) (1934): Manual of Bryology. Den Haag (Nyhoff).
  • WATSON, E.V. (1978): The structure and life of Bryophytes. London (Hutchinson).

Buchserien

  • Advances in Bryology (J. Cramer in der Gebrüder Bornträger Verlagsbuchhandlung, Berlin – Stuttgart). Vol. 1 (1981), 2 (1984), 3: Bryophyte Ultrastructure (1988), 4: Bryophyte Systematics (1991), 5: Biology of Sphagnum (1993), 6: Population Studies (1997).
  • Bryophytorum Bibliotheca (J. Cramer in der Gebrüder Bornträger Verlagsbuchhandlung, Berlin – Stuttgart).
Fissidens pusillus; Foto: Stapper
Fissidens pusillus; Foto: Stapper

Praktikumsbücher

  • BRAUNE, W., LEMAN, A., TAUBERT, H. (1982): Pflanzenanatomisches Praktikum II. Jena (Fischer).
  • ESSER, K. (1992): Kryptogamen II. Moose, Farne. Berlin (Springer), 220 S.
  • FRAHM, J.-P. (1998): Moose als Bioindikatoren. Wiesbaden (Quelle & Meyer), 187 S.
  • THROM, G. (1997): Biologie der Kryptogamen Bd. II: Algen, Moose. Frankfurt (Haag & Herchen).

Moose sammeln und herbarisieren

Wer sich erstmals mit Moosen beschäftigen will, sollte mit gut bebilderten Bestimmungswerken beginnen, am besten gemeinsam mit einer erfahrenen Person, die weiß, welche Arten nicht gesammelt werden sollten oder dürfen, weil sie im Gebiet selten oder generell geschützt sind. Eine Moossammlung kann später z. B. zur Dokumentation der Flora eines bestimmten Gebietes verwendet und einer wissenschaftlichen Einrichtung gestiftet werden. Moosexkursionen führt man in Mitteleuropa am besten im Herbst, den frostfreien Perioden des Winters und im Frühjahr durch, wenn die Moose durch ausreichende Feuchtigkeit turgeszent sind. Zudem gibt es eine Reihe von winterannuellen Moosen, die nur zu dieser Jahreszeit zu finden sind. Auf den Exkursionen benötigt man eine Lupe 10x (ggf. auch eine zusätzliche stärkere), mit der sich schon im Gelände viele Arten nach Lupenmerkmalen (Blattform, Blattspitze, Brutkörper, Peristom etc.) ansprechen lassen.

Anleitung: A4-Blatt zu einer Herbarkapsel falten
Anleitung: A4-Blatt zu einer Herbarkapsel falten

Man sammelt Moose im Gelände am besten, in dem man kleine halbhandtellergroße Rasen in Papierkapseln (ähnlich den auf der Abbildung links skizzierten Herbarkapseln oder auch käufliche Butterbrottüten) packt. Polstermoose werden mit einem Taschenmesser in Scheiben geschnitten. Erdmoose kann man mit einem Messer oder Spachtel von der Unterlage abheben, Gesteins- und Borkenmoose werden mit einem Messer entfernt. Die Proben werden soweit nötig in den Papierkapseln durch flaches Auslegen oder unter schwachem Druck zwischen Zeitungspapier getrocknet. In jede Papierkapsel kommt nur eine Probe. Alle Papierkapseln bekommen fortlaufende Nummern. Die Angaben zum Fundort notiert man in ein Exkursionstagebuch. Unter den Fundortangaben schreibt man die Nummern der gesammelten Proben, jede in eine neue Zeile; nach der Bestimmung hinter jede Nummer den Artnamen. Auf diese Weise hat man eine Übersicht aller gesammelten Moose nach Sammelnummern und Fundorten. Über die Nummer ist jede Probe eindeutig identifiziert und ihre Herkunft bestimmt.

Für die Bestimmungsarbeit reicht ein einfaches Durchlichtmikroskop mit 40- und 400facher Vergrößerung, aufwendige Technik ist nicht erforderlich. Mit diesem Gerät lassen sich sogar unter Verwendung einfacher Kompakt-Digitalkameras gute Mikrofotos herstellen (Anleitung im Bryologischen Rundbrief #50 (pdf), mehr zu diesem Thema weiter unten).

Bestimmungsliteratur (nach Autoren in alphabetischer Reihenfolge)

  • ANDERSEN, BOESEN, HOLMEN, JACOBSEN, LEWINSKY, MOGENSEN, RASMUSSEN (1976): Den dankse Mosflora I. Bladmosser.
    Riccia huebeneriana; Foto: Stapper; aufgenommen auf dem Grund der Wahnbachtalsperre
    Riccia huebeneriana;
    Foto: Stapper;
    aufgenommen auf dem Grund der Wahnbachtalsperre
    Kopenhagen. (Besonders im norddeutschen Raum verwendbare Flora.)
  • ARNELL, S. (1956): Illustrated Mossflora of Fennoscandia. I. Hepaticae. Lund (Gleerup).
  • BOWMAN, A.C. (2002): De Nederlandse Veenmossen. - KNNV Uitgeverij, Utrecht. ISBN 90-5011-162-9
  • British Byological Society (2010): Mosses and Liverworts of Britain and Ireland: A Field Guide. - Atherton, I. D.M., Bosanquet, S., Lawley, M. [Hrsg.]. - Online erhältlich unter http://rbg-web2.rbge.org.uk/bbs/Activities/Field_Guide_order.htm [30. Januar 2012].
  • CASAS, C., BRUGUES, M., CROS, R.M., SERGIO, C. (2006): Handbook of Mooses of the Iberian Peninsula and the Balearic Islands. - Illustrated keys to genera and species. - 349 pp. - Barcelona. ISBN: 84-7283-865-X
  • DAMSHOLT, K. (2002): Illustrated Flora of Nordic Liverworts and Hornworts. 837 pp., Lund.
  • DANIELS, R. E., A.EDDY (1985): Handbook of European Sphagna. Institute of Terrestrial Ecology. 262 pp. Huntingdon.
  • DEMARET, F., CASTAGNE, E., DE SLOOVER, J. L. (1959-93): Flore générale de Belgique vol. II, III. Bryophytes. Brüssel.
  • FRAHM, J.-P., STAPPER, N.J., FRANZEN-REUTER, I. (2007): Epiphytische Moose als Umweltgütezeiger. Ein illustrierter Bestimmungsschlüssel. - Kommission Reinhaltung der Luft im VDI und DIN - Schriftenreihe Band 40. Düsseldorf, 152 S., davon 80 ganzseitige Farbtafeln. ISBN 3-931384-62-4. 29,50 Euro, zu beziehen beim Diese E-Mail-Adresse ist vor Spambots geschützt! Zur Anzeige muss JavaScript eingeschaltet sein!. Besonders interessant für Leute, die sich erst kurz mit Moosen beschäftigen. Kostprobe der Bildtafel "Orthotrichum patens".
  • FRAHM, J.-P., FREY, W. (2003): Moosflora. - 4. Auflage. Ulmer UTB 1250. ISBN 3-8252-1250-5
  • FREY, W., FRAHM, J.-P., FISCHER, E., LOBIN, W. (1995): Die Moos- und Farnpflanzen Europas. Kleine Kryptogamenflora Bd. IV. 6. Aufl. Stuttgart. Neuauflage 2006 in englischer Sprache erhältlich, berücksichtigt nun auch Moose von u.a. Madeira und den Azoren: ISBN 0-946589-70-4
  • GRADSTEIN, S.R., VAN MELICK, H.M.H. (1996): De Nederlandse Levermossen en Hauwmossen. Utrecht, 366 pp.
  • GUERRA, J., CROS, R.M. (2007): Flora Briofitica Iberica. Vol. I. - 183 pp. Murcia. Weitere Informationen zu diesem Projekt finden Sie unter http://www.florabriofiticaiberica.com/
  • HÖLZER, A. (2010): Die Torfmoose Südwestdeutschlands und der Nachbargebiete. - Weissdorn-Verlag Jena (ISBN 978-3-936055-62-7). - 247 S., mit zahlreichen farbigen und schwarz-weißen Abbildungen. Hardcover (170 x 240 mm). Preis: 29,95 €
  • LANDWEHR, J. (1980): Atlas Nederlandse Levermossen. 287 pp., Utrecht.
  • LANDWEHR, J. (1984): Nieuwe Atlas Nedelandse Bladmossen. Utrecht.
  • MARGADANT, W.D., DURING, H. (1982): Beknopte flora va(Paperback)n Nederlandse Blad- en Levermossen. 517 SS. Zutphen (Thieme).
  • MÖNKEMEYER, W. (1927): (Nachdruck 1971) Die Laubmoose Europas. RABENHORSTS Krypt. Flora Bd. IV, Erg. Bd. Leipzig. 960 S. (Standardwerk für die Laubmoose Europas und besonders für Gebiete zu gebrauchen, für die keine Moosflora existiert, wie z. B. Südeuropa.)
  • MÜLLER, K. (1951–58): Die Lebermoose Europas. RABENHORSTS Krypt. Flora Bd. 6. Leipzig. (Zweibändiges Standardwerk mit 1365 S., ausführlicher Text und Illustrationen, nomenklatorisch etwas überholt.)NYHOLM, E. (1954–69): Illustrated Moos Flora of Fennoscandia II. Musci. Lund. (Ausführliche Darstellung der Laubmoose Nordeuropas. Bestimmungs-schlüssel nur für Gattungen und Arten.)
  • NEBEL, M., PHILIPPI, G. (2000-2005): Die Moose Baden-Württembergs. - Ulmer, Stuttgart. Dreibändiges Gesamtwerk mit zahlreichen fotografischen Abbildungen.
  • NYHOLM, E. (1987-98): Illustrated Flora of Nordic Mosses. Fasc. 1-4, Lund.
  • PATON, A.J. (1999): The Liverwort Flora of the British Isles. Harley, Martins, 626 pp.
  • PEDROTTI, C.C. (2001): Flora dei muschi d´Italia. 817 pp. Rom.
  • SCHUMACKER, R., VANA, J. (2000): Identification Keys to the Liverworts and Hornworts of Europe and Macaronesia. 160 pp. Documents de la Station scientifique des Hautes-Fagnes 31. Neuauflage von 2005 erhältlich bei den Autoren oder bei Sorus, Poznan (PL). ISBN 83-89949-11-3
  • SIEBEL, H., DURING, H. (2006): Beknopte Mosflora van Nederland en Belgie. - KNNV Uitgeverij, Utrecht. ISBN 90 5011 207 2 [inzwischen in zweiter Auflage].Online bestellen: http://www.knnvuitgeverij.nl/NL/webwinkel/0/0/11991 [30. Januar 2012]. Download Errata: http://www.blwg.nl/mossen/winkel/beknoptemosflora2006.aspx.
  • SMITH, A. J. E. (1978): The Moss Flora of Britain and Ireland. London, 706 pp. Neuauflage erschienen 2004: Cambridge University Press, ISBN 0-521-54672-9
  • SMITH, A. J. E. (1990): The Liverworts of Britain and Ireland. Cambridge, 362 pp.
  • TOUW, A., RUBERS, W.V. (1989): De Nederlandse Bladmossen. Utrecht.
  • VAN DEN BERGHEN, C. (1979): Flore des Hepatiques et des Anthocerotes de Belgique.156 pp. Meise.
  • VAN DORT, K., BUTER, C., VAN WIELINK, P. (2002): Veldgids Mossen. - Stichting Uitgeverij KNNV, Utrecht.- ISBN 90-5011-110-6

Bildbände, bebilderte Bestimmungsschlüssel, Verbreitungsatlanten, Checklisten

Deutschland

  • AICHELE, D., SCHWEGLER, H.-D. (1984): Unsere Moos- und Farnpflanzen. 9. Aufl. Stuttgart (Kosmos)
  • DÜLL, R. (1980): Die Moose (Bryophyta) es Rheinlandes (Nordrhein-Westfalen, Bundesrepublik Deutschland) unter Berücksichtigung der selteneren Arten des benachbarten Westfalen und Rheinland Pfalz. - Decheniana-Beihefte (Bonn) Nr. 24, S. 1-365. ISSN 0416-833X
  • DÜLL, R., KOPPE, F., MAY, R. (1996): Punktkartenatlas der Moose (Bryophyta) Nordrhein-Westfalens (BR Deutschland). IDH-Verlag Bad Münstereifel. ISBN 3-925425-13-6
  • FRAHM, J.-P., STAPPER, N.J., FRANZEN-REUTER, I. (2007): Epiphytische Moose als Umweltgütezeiger. Ein illustrierter Bestimmungsschlüssel. - Kommission Reinhaltung der Luft im VDI und DIN - Schriftenreihe Band 40. Düsseldorf, 152 S., davon 80 ganzseitige Farbtafeln. ISBN 3-931384-62-4.
  • KREMER, B.P., MUHLE, H. (1991): Flechten, Moose, Farne, München (Mosaik).
  • LAUER, H. (2005): Die Moose der Pfalz. - Pollichia-Buch Nr. 46, Bad Dürkheim. ISBN 3-925754-48-2
  • LÜTH, M. (Hrsg.): Bildatlas der Moose Deutschlands. - Farbtafeln mit Habitusbildern und Mikrofotos bestimmungskritischer Details. Inzwischen sind 5 Faszikel erschienen und weitere sind in Arbeit. - Eigenverlag, beim Autor anfragen: www.milueth.de
  • MEINUNGER, L., SCHRÖDER, W. (2007): Verbreitungsatlas der Moose Deutschlands. - Band 1-3. - Ausführliche Informationen unter www.regensburgische-botanische-gesellschaft.de
  • NEBEL, M., PHILIPPI, G. (2000-2005): Die Moose Baden-Württembergs. - Ulmer, Stuttgart. Dreibändiges Gesamtwerk mit zahlreichen fotografischen Abbildungen.
  • WIRTH, V., DUELL, R. (2000): Farbatlas Flechten und Moose. - 320 pp., Ulmer, ISBN-10: 3800135175
  • Jan-Peter Frahm (2010): Illustrierter Schlüssel für die thallösen Lebermoose Deutschlands. 38 Seiten (pdf).
  • NEU: Jan-Peter Frahm (2011): Schlüssel zu Jungermannia-Arten in Deutschland (pdf)
Riccia fluitans; Foto: Stapper; aufgenommen im Altrhein nahe Monheim-Baumberg
Riccia fluitans; Foto: Stapper; aufgenommen im Altrhein nahe Monheim-Baumberg

Europa

  • British Byological Society (2010): Mosses and Liverworts of Britain and Ireland: A Field Guide. - Atherton, I. D.M., Bosanquet, S., Lawley, M. [Hrsg.]. - Online erhältlich unter rbg-web2.rbge.org.uk [30. Januar 2012].
  • Dort, K. & Buter, C. (2010): Fotogids Mossen - Photo Guide to the Mosses of the Netherlands and Belgium. - Stichting Uitgeverij van de Koninklijke Nederlandse Natuurhistorische Vereniging KNNV, Zeist, NL. 368 S. ISBN: 9789050113120. Online bestellen: www.knnvuitgeverij.nl [30. Januar 2012].
  • HALLINGBÄCK, T., LÖNELL, N., WEIBULL, H., HEDENÄS, L., WIKLUND, K. (2006): Bladmossor: Sköldmossor - Blåmossor: Bryophyta: Buxbaumia - Leucobryum (Nationalalnyckeln Till Sveriges Flora och Fauna).- ISBN 918850655X - Inzwischen ist ein weiterer Moos-Band dieser "Enzyklopädie der schwedischen Flora und Fauna" erschienen (Anoectangium bis Orthodontium) und weitere sind geplant.
  • HALLINGBÄCK, T., HOLMASEN, I. (1982): Mossor, en fälthandbok. 220 S. Stockholm (Interpublish. AB).
  • JAHNS, H.M. (1980): Farne, Moose, Flechten. 256 S. München (BLV).
  • LANDWEHR, J. (1984): Nieuwe Atlas Nederlandse Bladmossen. 568 SS. Zutphen (Thieme).
  • LANDWEHR, J. (1980): Atlas Nederlandse Levermossen. Utrecht. 287 S.
  • RICEK, E.W. (1994): Die Waldbodenmoose Österreichs. Abh. Zool.-Botan. Ges. Österr. Bd. 28, 330 S.

Checklisten online (hier nur wenige Beispiele, weitere siehe in der Rubrik LINKS):

Software / Computerprogramme zum Kartieren etc.

VEGEDAZ ist ein Programm für die Erfassung und Auswertung von Vegetationsdaten, das im Rahmen eines Forschungsprogramms der WSL entwickelt wurde.

» Downloadmöglichkeit und Informationen zum Programm VEGEDAZ

Paraleucobryum longifolium; Foto: Stapper; Fundort: Sächsische Schweiz
Paraleucobryum longifolium
Fundort: Sächsische Schweiz, Foto: Stapper

Rote Listen

Deutschland

  • LUDWIG, G. et al. (1996): Rote Liste der Moose (Anthocerophyta et Bryophyta) Deutschlands. S. 189-306 in G. Ludwig & M. Schnittler, Rote Liste der gefährdeten Pflanzen Deutschlands. Schriftenreihe Vegetationskunde 28.

Baden-Württemberg

  • SAUER, M. & AHRENS, M., (2005): Rote Liste und Artenverzeichnis der Moose Baden-Württembergs. - Landesanstalt für Umwelt, Messungen und Naturschutz LUBW, Karlsruhe. 141 S. (pdf)

Bayern

  • Meinunger, L., Nuß, I. (1996): Rote Liste gefährdeter Moose Bayerns. Bayer. Landesamt Naturschutz, Schriftenreihe Bd. 134.

Berlin/Brandenburg

  • KLAWITTER, J., RÄTZEL, S., SCHAEPE, A. (2002): Gesamtartenliste und Rote Liste der Moose des Landes Brandenburg. Naturschutz und Landschaftspflege in Brandenburg 11(4): 1-103. (pdf)
  • BENKERT, D. et al. (1995): Liste der Moose von Brandenburg und Berlin mit Gefährdungsgraden. Verh. Bot. Ver. Berlin Brandenburg 128: 1-68.

Mecklenburg-Vorpommern

  • BERG, C., WIEHLE, W. 1991. Rote Liste der gefährdeten Moose Mecklenburg-Vorpommerns. Schwerin, 48 S.

Niedersachsen/Bremen

Nordrhein-Westfalen

  • SCHMIDT, C. (2011): Rote Liste und Artenverzeichnis der Laubmoose - Bryophyta - in Nordrhein-Westfalen. (pdf)
  • SCHMIDT, C. (2011):Rote Liste und Artenverzeichnis der Leber- und Hornmoose - Hepaticophyta et Anthocerotophyta - in Nordrhein-Westfalen: - (pdf)
Tayloria tenuis, Spaltöffnung; Foto: Stapper; Fundort: Berner Oberland (CH)
Tayloria tenuis, Spaltöffnung; Foto: Stapper; Fundort: Berner Oberland (CH)

Rheinland-Pfalz

  • DÜLL, R., FISCHER, E., LAUER, H. (1983): Verschollene und gefährdete Moospflanzen in Rheinland-Pfalz. Beitr. Landespfl. Rheinl. Pfalz 9: 107-132.

Saarland

  • CASPARI, S., SCHNEIDER, C., SCHNEIDER, T.G., HANS, F., HESELER, U., LAUER, H.A., MUES, R., SAUER, E., WOLFF, P. (1997): Rote Liste der Moose des Saarlandes. In: SCHNEIDER, T. (Red.): Bestand und Gefährdung der Libellen, Tagfalter, Moose und Armleuchteralgen des Saarlandes. Natur und Landschaft im Saarland, Sonderband 7: 61–102.

Sachsen-Anhalt

  • Meinunger, L., & Schütze, P., (2004): Rote Liste der Moose des Landes Sachsen-Anhalt. - Berichte des Landesamtes für Umweltschutz Sachsen-Anhalt, 39 (2004). (pdf)

Sachsen

  • MÜLLER, F. (1998): Rote Liste Moose. Materialien zu Naturschutz und Landschaftspflege.
  • Neuauflage: Müller, F., 2008: Rote Liste Moose Sachsens. - Sächsisches Landesamt für Umwelt und Geologie - (pdf)

Schleswig-Holstein

  • Schulz, F., Dierßen, K., Lütt, S., Martin, C., Schröder, W., Siemsen, M., Wolfram, C., (2002): Die Moose Schleswig-Holsteins – Rote Liste. - Landesamt für Natur und Umwelt des Landes Schleswig-Holstein. - 50 S. - (pdf)
  • WALSEMANN, E. (1982): Rote Liste der Moose Schleswig-Holsteins (2. Fassung). Schriftenreihe des Landesamtes für Naturschutz und Landschaftspflege S.-H. 5: 27-52.

Thüringen

  • MEINUNGER, L. (1993): Rote Liste der Bryophyta Thüringens. Naturschutzreport 5: 153-164.

Bibliographien

  • Recent Bryological Literature. Journal of Bryology.
  • Recent literature on Bryophytes. The Bryologist.
  • Systematics of the Bryophytes. Progress in Botany.

Allgemeine Bibliographien und regionale, beschränkt auf Europa.

  • AKADEMIJA NAUK SSSR (1975): Literaturkatalog Bryophyten 1961-70. 198 S. Leningrad. 2686 Titel.
  • AKADEMIJA NAUK SSSR (1976): Literaturkatalog Bryophyten 1946-1960. 412 S. Leningrad. 2879 Titel.
  • AKADEMIJA NAUK SSSR (1977): Literaturkatalog Bryophyten 1971-75. 328 S. Leningrad. 2238 Titel.
  • AKADEMIJA NAUK SSSR (1983): Literaturkatalog Bryophyten 1976-80. 228 S. Leningrad. 1686 Titel.
  • Berg, C. (Hrsg.) 1989. Die Moosflora der DDR - Bibliographie 1945-1987. -- Wissenschaftliche Beiträge 1989/30 (P37), Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Halle, Saale. 200 S.
  • CASAS, C., BRUGUÉS, M., ROS, R.M. (1979): Referencies bibliografiques sobre la flora briologica Hispanica I. Treballs Inst. Bot. de Barcelona 5: 5-52, II. ibid. 9: 2-24, 1984.
  • GREENE, S.W. & A.J. HARRINGTON. (1988): The Conspectus of Bryological Taxonomic Literature. Part 1: Index to monographs and regional reviews. Bryophytorum Bibliotheca Bd. 35.
  • GREENE, S.W. & A.J. HARRINGTON. (1989): The Conspectus of Bryological Taxonomic Literature. Part 2. Guide to national and regional literature. Bryophytorum Bibliotheca Bd. 37.
  • HÜBSCHMANN, A. VON & R. TÜXEN (1965): Bibliographia phytosociologica cryptogamica. Musci pars III. Excerpta Botanica Sect B, Sociol. 6: 179-207, pars IV ibid. 17: 276-308.
  • KUTZELNIGG, H., OSTENDORP, W., DÜLL, R. (1992): Moosbibliographie Zentraleuropas. Bad Münstereifel. 7500 Titel.
  • PEDROTTI, C.C. 1986. Bibliografia briologica d´Italia. Webbia 39: 289-353. 1232 Titel bis 1984.
  • RÜCKERT, D., KORTH, W. (1990): Bibliographie bryologischer Bibliographien. Courier Forschungsinstitut Senckenberg 132, 144 S.
  • Literatur zur Moosflora der Schweiz - Angebot der BRYOLICH; diese Liste wird laufend ergänzt

Bryologische Zeitschriften

Themen für Schülerarbeiten

So genannte Schüler-Jahresarbeiten werden an vielen Schulen angefertigt, ihr inhaltlicher Anspruch, die Bearbeitungszeit und der angesprochene Jahrgang sind sehr unterschiedlich. Manchmal kann durch eine solche Projektarbeit eine Klausur ersetzt werden.

Moose eignen sich hervorragend als Bearbeitungsgegenstand, und je nach Jahrgangsstufe kann man leicht Themen mit unterschiedlich hohem Anspruch vergeben. Dies kann von der einfachen Beschreibung einer bestimmten Moosart (Zeichnungen, Fotos, Literaturauswertung...) bis zur Kartierung eines räumlich genau umgrenzten Areals mit (stadt-/immissions-)ökologischer Auswertung reichen, bei der Moose auf bestimmten Substraten (z. B. Epiphyten) oder gar alle Moose zu berücksichtigen sind (Moose auf einer Mauer, Moose im Schulgarten, Moose in Pflasterritzen; Wie verbreiten sich die gefundenen Arten?; Wie unterscheidet sich die Moosflora [bestimmtes Substrat] im Zentrum einer Großstadt von jener in den Vororten?).

Die Lehrerin bzw. der Lehrer wird entweder selbst über die notwendige Artenkenntnis verfügen oder die Schülerin bzw. den Schüler gemeinsam mit einer entsprechend sachkundigen Person betreuen. Mitglieder lokaler botanischer Vereine oder der BLAM sind hierbei sicherlich behilflich (so auch der Autor).

Die erforderliche Ausstattung, also 10x-Lupe, Mikroskop, Stereomikroskop und ggf. Bestimmungsliteratur sind in jeder Schule vorhanden und sollten zur selbständigen Bearbeitung des Themas zu jeder beliebigen, selbst gewählten Zeit verliehen werden, soweit die Schülerin/Schüler nicht selbst bereits über entsprechendes Gerät verfügt.

» Beispiel für eine Schülerarbeit mit Moosen

Makro- und Mikrofotografie von Moosen

War bei Bryologen lange sehr beliebt: Nikon Coolpix4500 mit Ringleuchte 'Coollight'; Foto: Stapper
War bei Bryologen lange sehr beliebt: Nikon Coolpix4500 mit Ringleuchte 'Coollight'; Foto: Stapper

Makro- und Mikrofotografie von Moosen ist durch den Siegeszug der Digitaltechnik nicht nur billiger, sondern auch erheblich einfacher geworden. Musste man früher erst den Film entwickeln, um das Ergebnis begutachten zu können, sieht man heute schon vor dem Auslösen der Kamera, wie das spätere Produkt (wahrscheinlich) aussehen wird. So etwa um 2000 konnte man die ersten Exkursionsteilnehmer dabei beobachten, wie sie mit kleinen Digitalkameras Nahaufnahmen von Moosen anfertigten, um sie wenig später den Umstehenden auf den kleinen Bildschirmen der Kameras sofort vorzuführen.

Besonders beliebt waren zu dieser Zeit die Coolpix-Modelle 950, 990 und deren ähnliche Nachfolger aus dem Hause Nikon, wie die hier abgebildete Coolpix 4500, die mit Hilfe einer LED-Ringleuchte hochaufgelöste Nahaufnahmen selbst unter schwierigen Geländebedingungen erlaubte (das oben gezeigte Bild von Marchantia alpestris wurde mit dieser Kamera aufgenommen). Tatsächlich war die optische Leistungsfähigkeit dieser Geräte so gut, dass mit aktuellen Kameras dieser Bauart ("Kompaktkamera") nicht selbstverständlich bessere Ergebnisse erzielt werden. Die Auslöseverzögerung der aktuellen (2009) Kameras ist allerdings viel kürzer, ebenso die Bildfolge und die Abspeicherzeit. Im Folgenden wird kein bestimmtes Kameramodell empfohlen, sondern stattdessen die erforderlichen Eigenschaften genannt.

Der Beitrag "Makro- und Mikrofotografie von Moosen und Flechten mit einer kommerziellen Digitalkamera" (Bryologische Rundbriefe 50, 3-6, der vom Server der Frankfurter Universitätsbibliothek heruntergeladen werden kann, gibt Tipps zur Auswahl der "richtigen" Digitalkamera für die Moosfotografie, zum Gelände- und Laboreinsatz bis hin zum Ausdruck der Bilder. Auch wenn der Artikel den Stand von 2001 wiedergibt, hat sich an der praktischen Handhabung einer digitalen Kompaktkamera im Gelände grundsätzlich nichts geändert. Nach wie vor sollte man auf Automatik-Funktionen der Kamera weitgehend verzichten, insbesondere automatisches Schärfen oder Steigern des Kontrastes, oder gar automatischen Weißabgleich. Die Bildsensoren heutiger digitaler Komapaktkameras besitzen meist viel mehr Bildpunkte ("Pixel"), als angesichts des tatsächlichen Auflösungsvermögens ihres Objektivs geboten ist.

Wichtiger als eine Pixelzahl über 6 Millionen ist aber die Möglichkeit zum verlustfreien Abspeichern der Bilder als elektronisches Negativ (Raw-Format) oder zumindest als *.tif oder ähnlich, Reproduzierbarkeit der Aufnahmebedingungen bzw. volle Kontrolle aller Kameraeinstellungen (Blende, Brennweite, Belichtungszeit, ISO-Empfindlichkeit, Weißabgleich), Gewinde oder Bajonett für Objektivfilter, Vorsatzlinsen oder Mikroskopadapter, Möglichkeit zur Fernsteuerung vom Computer aus - leider kann in diesem Fall bei einigen ansonsten hervorragenden Kameras nicht im RAW-Format abgespeichert werden.

Ein USB-Anschluss ist heute Standard, und für fast alle Speichermedien gibt es preiswerte Adaptoren. Makroringleuchten kann man mit weißen LEDs und entsprechend dimensioniertem Vorwiderstand selbst selbst zusammen bauen. Als Stromquelle werden heute anstelle von Standard-Mignon-Zellen oder -Akkus fast ausschließlich Lithiumionenbatterien verwendet, die leider oft nur in das entsprechende Kameramodell passen. Für den Dauereinsatz z. B. auf dem Mikroskop sollte die Kamera aus einer externen, geregelten Konstantspannungsquelle versorgt werden können. Hierzu kann auch ein Schaltnetzgeräte aus dem Elektronikhandel verwendet werden, entweder über eine entsprechende Standard-Anschlussbuchse, oder man bastelt einen Akku-Dummy mit Kabel. Solche Modifikationen im Niedervoltbereich (fast immer unter 10 Volt Gleichspannung) sind für den Bastler zwar wenig gefährlich, um so gefährlicher aber für die Kamera, die unter Verlust der Garantie rasch total zerstört werden kann. Im Zweifelsfall sollte man lieber nichts dergleichen unternehmen!

Viele Links zum Thema Kamerareparatur und Kameramodifikation findet man auf "Markus Keinaths Photo-Website". Das Objektiv von fast allen Kompaktkameras fährt beim Einschalten aus dem Gehäuse heraus und bewegt sich auch beim Zoomen und Fokussieren. Kameras mit Innenfokussierung und Innenzoom sind daher im Gelände von Vorteil, aber auch am Mikroskop, sofern man mit aufgelegter (!) Kamera durchs Okular fotografieren möchte, wie im oben zitierten Artikel beschrieben.

Je nach Fertigungsmethode der Objektivlinsen von Kompaktdigitalkameras kann man auf Mikrofotos bei hoher Vergrößerung (ab 400x) so genannte "Ringartefakte" beobachten, die wie Beugungsringe aussehen. Alle o.g. Coolpixmodelle machen das mehr oder weniger stark. Wer die Gründe hierfür erfahren möchte, sollte die Arbeit von Klaus Henkel lesen http://www.mikroskopie-muenchen.de/coolpix-artefact-report.pdf. Kameras von Canon (viele Powershot-Modelle) sind als Mikroskopkameras beliebt, weil sie den nur bei hohen Vergrößerungen störenden Nachteil nicht aufweisen und zudem anhand der mitgelieferten Software vom PC aus angesteuert werden können.

Man lese auch den Beitrag von Guy Marson im Forum Mikroskopie.de zum Thema Ringartefakte. Ernst zu nehmen ist auch sein Hinweis auf Staubpartikel auf dem Infrarot-Sperrfilter in manchen Kameras, die erst bei hohen Vergrößerungen (entsprechend extrem eng zugezogener Blende) erkennbar werden. Man sollte daher vor dem Kauf einer Kompaktkamera für die Mikrofotografie spezielle Rückgabemöglichkeiten mit dem Händler vereinbaren, denn für den "normalen" Gebrauch stören kleine Partikel auf dem Imager oder nahe davor gar nicht und sind somit schwer als Mangel geltend zu machen. Für Informationen über die Tauglichkeit aktueller Kameramodelle wird ein Besuch des Mikrofotoforums auf mikroskopie.de empfohlen.

Digitale Spiegelreflexkameras (DSLR) sind in den vergangenen Jahren immer preiswerter geworden. Fast jeder der großen Hersteller hat entsprechende Gehäuse herausgebracht.

DSLR, Balgengerät, Makroobjektiv und höhenverstellbarer Tisch; Foto: Stapper
DSLR, Balgengerät, Makroobjektiv und höhenverstellbarer Tisch; Foto: Stapper

Für welches Modell man sich entscheidet, hängt oft von der Möglichkeit ab, bereits vorhandene Komponenten daran weiter benutzen zu können.

Auch hier gilt: Alle Funktionen von Belichtungszeit über Empfindlichkeit bis Weißabgleich, verlustfreier Bildspeicherung und Spiegelvorauslösung müssen manuell kontrollierbar sein. Die vollwertige Steuerung der Kamera mittels PC ist sehr komfortabel und bei einigen Herstellern im Lieferumfang des Kameragehäuses ebenso enthalten wie Bildbearbeitungssoftware, die auch das kameraspezifische RAW-Format nutzbar macht. Auf dem nebenstehenden Foto ist eine Canon-DSLR über einen Adapterring (von Novoflex) mit einem Balgengerät von Nikon (PB6 aus den 1970er Jahren) verbunden, an dem nicht nur Optiken von Nikon, sondern auch anderer Hersteller (Olympus-Lupenobjektive...) verwendet werden können. Das Balgengerät ist an einem Stativ aus Vierkant-Aluminiumrohr befestigt in der Weise, dass die optische Achse mitten durch den darunter angebrachten Mikroskopisch eines alten Leitz-Mikroskopes verläuft. Das Einstellen des Abbildungsmaßstabes und die Grobfokussierung erfolgt mit dem Balgengerät, die Feinfokussierung mit dem alten Leitzmikroskoptisch. Die optimale Auflösung (im Fall des 2,8/55-Micro-Nikkor: Blende 4 bis 5,6) und die Schärfentiefe (wächst mit abnehmender Blendenöffnung, wobei aber die Bildauflösung ab ca. Blende 11 deutlich nachlässt) lassen sich hervorragend kontrollieren, und das Bildfeld ist ebener als mit den meisten Stereomikroskopen aus dem mittleren Preissegment - diese Geräte sind schließlich primär für die visuelle Beobachtung gedacht. Mit entsprechenden Adapterringen lassen sich die Objektive in Retrostellung verwenden, insbesondere im Fall "normaler" Objektive zu deutlich besserer Bildqualität führt. Der Sensor der auf dem abgebildeten Makrostativ montierten DSLR besitzt "nur" sechs Millionen Bildpunkte (Canon 10D), das Nachfolgermodell hatte acht und spätere noch mehr. Meist ist die Auflösung des Objektivs jedoch die limitierende Größe (kleinstes noch darstellbares Detail auf 2 bis 3 Bildpunkten abzubilden reicht völlig aus) und insbesondere im Fall von Stapelbildverarbeitung bedeutet eine geringere und dabei dennoch ausreichende Dateigröße erheblich kürzere Bildberechnungszeit! Der Vorteil neuerer Modelle liegt in der rascheren Bildübertragung und geringerem Rauschen bei höherer Empfindlichkeit des Sensors.

Für die Makrofotografie im Gelände wünscht man sich leichtes Equipment, eine DSLR mit Lupen-Objektiv und Ringblitz und eventuell Stativ mit Einstellschlitten zur Aufnahme von Fokus-Serien für die Stapelverarbeitung bedeutet aber schweres Gepäck. Wer Gewicht sparen will, sollte z. B. die Website von Sebastian Hess besuchen, der mit einem von ihm entwickelten Vorsatz für DSLR oder kompakte Digitalkameras, genannt "Magniflash", den Kamera-eigenen Blitz verwendet. Die damit erzielten Ergebnisse sprechen für sich. Klassischer Lupen-Objektive mit RMS-Gewinde-Adapter an kompakten Systemkameras mit Objektiv-Bajonett und LED-Beleuchtung (s. o.) bieten sich ebenfalls als leichtgewichtige Lösung an.

DSLR am Mikroskop? Ab Vergrößerungen von ca. 100x, spätestens jedoch bei 400x stellt man fest, dass die DSLR als Mikroskopkamera einen (buchstäblich) schwerwiegenden Nachteil hat. Den Klappspiegel kann man zwar vorauslösen und somit als Schwingungsquelle beherrschen, aber der Schlag des Schlitzverschluss-Vorhanges ist derart stark, dass wenige Modelle kaum und viele gar nicht als Mikroskopkamera taugen, es sei denn, man rüstet das Mikroskop mit einer Blitzeinrichtung aus. Einige DSLR-Modelle ermöglichen ein Auslösen Vorhangschlag-freies Auslösen aus der "Live View" und kommen damit in ihrer Eignung für die Mikrofotografie den echten Mikroskopkameras (s.u.) schon sehr nah. Ohne Blitz kann man sich bei unbewegten Objekten ansonsten mit langen Belichtungszeiten im Bereich 100ms und länger behelfen, die also deutlich länger sind als die Ausschwingungszeit des Gesamtsystems. Praktische Tipps zum Aufbau einer Blitzeinrichtung findet man u. a. auf den Websites von mikroskopischen Vereinigungen. Sollte hierbei ein Zerlegen kommerzieller Blitzgeräte erforderlich sein, sind zwingend Fachkenntnisse im Umgang mit Hochspannung erforderlich!

Eine Kompaktdigitalkamera mit festem Objektiv bedeutet zwar "mehr Glas im Strahlengang", aber aufgrund ihres leichten und wenig Schwingungen erzeugenden Verschlusses (sternförmig angebrachte und bewegte Lamellen, deren Trägheiten sich weitgehend neutralisieren) ermöglicht sie gute Ergebnisse. Anstatt mehrerer, unbefriedigender Versuche, kommerzielle "Consumer-Kameras" ans Mikroskop zu adaptieren, sollte man den Kauf einer "echten" Mikroskopkamera ohne mechanischen Verschluss in Erwägung ziehen - die Gesamtkosten sind letztlich geringer, die mitgelieferte Steuersoftware ist extra für die Mikrofotografie programmiert worden und oft mit sinnvollen Bildbearbeitungsmodulen ausgestattet (Flatfield-Berechnung, Farbkanaltrennung, Bildaddition, Stapelbildverfahren, Dunkelstromabzug...), deren Aufgaben man andernfalls nur durch sequentielle Anwendung verschiedener Computerprogramme erledigen kann. Eine Mikroskopkamera mit einem Drei-Megapixel-Sensor ist für die Mikrofotografie ausreichend, mehr Bildpunkte sind aufgrund der Numerischen Apertur der Ojektive, insbesondere bei hohen Vergrößerungen, gar nicht erforderlich.

Bilderfassung und -bearbeitung

Metzgeria conjugata, Thallusunterseite; Foto: Stapper
Metzgeria conjugata, Thallusunterseite; Foto: Stapper

Steigerung der Schärfentiefe

Ein Kameraobjektiv bildet, je nach Einstellung, Objekte nur innerhalb eines bestimmten Entfernungsbereiches scharf ab, den man auch Schärfentiefe nennt. Je offener die Blende, desto geringer die Schärfentiefe, was man auch zur Hervorhebung der wichtigsten Gegenstände in einem Bild nutzen kann. Bei der Makrofotografie von Moosen wünscht man sich aber meist eine große Schärfentiefe, was sich durch Schließen der Kamerablende zwar leicht erreichen lässt, allerdings beugungsbedingt stark zu Lasten der Bildauflösung innerhalb der Schärfentiefe. Die meisten Makroobjektive zeichnen bei ca. Blende 4 bis 5,6 am schärfsten, d. h. ihre xy-Auflösung ist hier optimal, Farbfehler und Randabschattung gering, die Schärfentiefe allerdings auch. Ab etwa (nomineller) Blende 11 wird der Verlust an xy-Auflösung erkennbar, und häufig ist die dann erreichte Schärfentiefe ("z") noch unbefriedigend. Erst die digitale Fotografie hat es möglich gemacht, eine Fokusserie aus vielen Bildern zu einem einzigen, xy-scharfen Bild mit hoher Schärfentiefe zu kombinieren. Das nebenstehende Makrofoto der Thallusunterseite von Metzgeria conjugata wurde aus einer Fokusserie von 40 Einzelaufnahmen zu je 6 Millionen Bildpunkten errechnet und weist von oben bis unten durchgehend die Schärfe eines mit (nomineller) Blende 4 angefertigten Fotos auf (Micro-Nikkor 2,8/55, Nikon-Balgengerät PB6, Canon 10D, 8bit-JPG bei niedrigster Kompression, voller Sensor-Auflösung und ISO 100). Je stärker vergrößert das Objekt dargestellt werden soll, desto geringer sind die Abstände der Einzelaufnahmen zueinander. Bei einem Bild wie hier gezeigt beträgt der Abstand 0,1 mm, und mit einem 20 mm-Lupenobjektiv und <2 mm Objektgröße auf der langen Bildkante (>11fache Vergrößerung) sind 0,025 mm Abstand von Bild zu Bild erforderlich (empirisch ermittelt). Mit handelsüblichen Einstellschlitten schafft man derart kleine Intervalle nicht, wohl aber mit einem Mikroskoptischtrieb, wie oben gezeigt.

Für die Bearbeitung der Bilderstapel gibt es verschiedene Programme, von denen mehrere frei über das Internet verfügbar sind, das bekannteste ist CombineZ von Alan Hadley. Die neueste Version heißt CombineZP und läuft stabil unter Windows XP und Vista. » Seite mit Beispielbildern

Das Programm verfügt über Hilfedateien und erklärt sich weitgehend selbst. Hilfreiche Tipps findet man auf mikroskopie.de (einfach den Suchbegriff "combinez" eingeben), im Micscape Magazine (z. B. die Arbeit von K. Lindquist) sowie in einer Newsgroup zum Programm.
Auch Fokusserien von Durchlicht-Mikrofotos (siehe das oben gezeigte Beispiel) oder idealerweise diffus geblitzten Auflicht-Mikrofotos (siehe das Orthotrichum striatum Peristom oben) lassen sich mit Stapelverarbeitungsprogrammen zu sehr scharfen Bildern kombinieren. Hier müssen die Abstände der Bilder zueinander mit steigender Vergrößerung immer kleiner gewählt werden (Größenordnung Mikrometer bei 400x), wozu die Skala der Feinfokussierungs-Einrichtung genutzt werden sollte. Es soll hier nicht verschwiegen werden, dass kommerzielle Programme auch RAW-Bilder zu fusionieren vermögen, während man mit CombineZP zuvor den Umweg über einen RAW-Konverter beschreiten muss, um die sich bietenden Vorteile zu genießen. Praxistipp: Oft ist der Feinfokusknopf so dünn, dass man ihn kaum in kleinen Winkeln reproduzierbar verstellen kann. In diesem Fall hilft es, einen Hebel daran anzubringen, z. B. eine Wäscheklammer, die man leicht um den gewünschten Winkel drehen kann.
Weitere Artikel zum Thema z. B. von John Hart (2003), Jörg Piper (2007) oder Janssens et al. (2008). Für automatisierte Stapelbildaufnahmen siehe Frahm, J.-P. & Stapper, N.J., 2010: Automatisch viel Schärfentiefe - Automatisierte Stapelaufnahmen in der Makrofotografie. - NaturFoto 2/2010, 72-74. oder Frahm, J.-P. & Stapper, N.J., 2010: Eine automatische Stack-Einrichtung für Mikroskope. - Mikrokosmos 99 (3), 177 - 180. Sehr empfehlenswert ist auch der Beitrag von Henk Siebel in der Buxbaumiella (niederländisch).

DRI, HDR

Diese bislang in der Mikrofotografie selten verwendeten Verfahren dienen der Erzeugung eines Bildes mit sehr hohem Kontrastumfang (High Dynamic Range Image, HDRI) aus einer Serie unterschiedlich lang belichteter Einzelaufnahmen mit geringem Kontrastumfang - also den "üblichen" 8bit-Bildern kommerzieller Digitalkameras. Neben kommerziellen Programmen gibt es auch sehr leistungsfähige Open-Source-Programme, mit denen man dies bewerkstelligen kann. Als ein Beispiel genannt sei QTPFSGUI, das inzwischen "Luminance HDR" genannt wird (August 2012; Version 2.3.0). Die Steuerprogramme einiger professioneller Mikroskopkameras verfügen von Hause aus bereits über dieses Verfahren. Wenn in diesem Kapitel bisher nur von Aufnahmen in 8bit-Formaten die Rede war, dann nur deshalb, weil die meisten zur Stapelverarbeitung eingesetzten Programme nur 8bit-Bilddateien verarbeiten können. Grundsätzlich sollte man immer im kameraspezifischen RAW-Format fotografieren, weil mit diesen 12- oder gar 16-bit-Formaten im Nachhinein viel mehr Möglichkeiten zur Korrektur bestehen. Zur langfristigen Speicherung dieser Bilder ("elektronische Negative") bietet sich dann das Format DNG an.

Orthotrichum obtusifolium; Foto: Stapper
Orthotrichum obtusifolium; Foto: Stapper

Aufhellung einer Bildfeldverdunklung zu den Ecken hin - "Flatfielding"
Häufig erkennt man auf Fotos zu den Bildecken hin eine Abnahme der Helligkeit, überhaupt wird ein gleichmäßig weißes, planes Objekt praktisch nie über das ganze Bild hin gleichmäßig hell dargestellt. Grund dafür ist u. a. eine ungleichmäßige Ausleuchtung des Objektes, Verunreinigungen oder Einengungen im Strahlengang oder auch kleine Abweichungen von der optischen Achse. Ein Abbe-Kondensor leuchtet das Bildfeld sogar für jede Spektralfarbe unterschiedlich aus: Man fertige ein Mikrofoto ohne Objekt an und streiche in einem Bildbearbeitungsprogramm mit dem Cursor darüber, um zu erkennen, wie sich die Werte der einzelnen Farbkanäle unterschiedlich verändern! Aus diesem Grund sollte man die Leuchtfeldblende besser etwas weiter öffnen, als für eine korrekte Köhlersche Beleuchtung erforderlich ist. Beheben kann man diesen mit den Augen meist nicht wahrnehmbaren Bildfehler, indem man ein solches Mikrofoto durch ein sogenanntes Flatfielbild dividiert, das bei exakt dergleichen Einstellung aufgenommen wurde, also Blendeneinstellung identisch, Objektträger, Decklas Medium im Strahlengang, aber kein Objekt oder eine Verunreinigung. Da dieses Verfahren bei der Fotografie astronomischer Objekte unabdingbar ist, enthalten alle dort verwendeten Computerprogramme (z. B. das frei verfügbare, sehr leistungsfähige und mit Hilfen versehene Programm IRIS von Christian Buil) diesen Rechenschritt, man muss, je nach Programm, allenfalls das Bild in ein anderes Format überführen. Auch auf Makrofotos lassen sich Bildfehler infolge inhomogener Ausleuchtung auf diese Weise beheben. Simulieren lässt sich das Verfahren auch mit den Ent-Vignettierungstools moderner Bildbearbeitungsprogramme, aber die damit erreichbare Aufhellung der Bildecken ist eher kosmetischer Natur, weil das Programm nicht die tatsächliche Inhomogenität der Beleuchtung berücksichtigt!

"Verrauschte" Langzeitaufnahmen: Abzug des Dunkelstroms

Für kurz belichtete Aufnahmen ist dieser Absatz ohne Belang. Lang belichtete Digitalfotos jedoch zeigen insbesondere in dunklen Bildpartien helle ("heiße") Pixel, deren Ursache die spontane Freisetzung von Ladungsträgern ist und die man durch Kühlen der Kamera reduzieren, aber nicht völlig unterbinden kann (Peltierkühlung professioneller Mikroskopkameras für Dunkelfeld-, Fluoreszenz- oder Biolumineszenzanwendungen). Da dieser "Dunkelstrom" für jeden Sensor individuell und weitgehend gleichbleibend ist, kann man den daraus resultierenden Bildfehler leicht beheben. Man muss bei gleicher Temperatur lediglich ein ebenso lang belichtetes Bild aufnehmen und dieses vom "verrauschten" Bild subtrahieren. Auch dieses Verfahren ist in der Astrofotografie ein unverzichtbarer, erster Bearbeitungsschritt der Rohbilder, der in den Menüs aller Programme enthalten ist (siehe auch hierzu IRIS von Christian Buil). Wahrscheinlich alle aktuellen DSLR und auch einige kompakte System-Digitalkameras können dies selbst erledigen, d. h., sie fertigen nach dem eigentlichen Foto selbständig ein ebenso belichtetes "Dunkelbild" an, mit dem sie das Dunkelstrom-behaftete "Rohfoto" korrigieren.

Makrofotografie mit mehr als 5-facher Vergrößerung - Nachtrag Oktober 2014

Handelsübliche Makroobjektive für Spiegelreflex- (DSLR) oder Systemkameras ermöglichen, in Kombination mit Zwischenringen oder Balgenauszügen, maximal eine rund 5fache Vergrößerung des Objektes auf dem Film bzw. Bildsensor zur Darstellung kleinster Details.

Mit Lupenobjektiven anstelle der Makroobjektive kommt man bis jenseits 10facher Vergrößerung, aber oft ist die dabei erreichte Bildqualität unbefriedigend. Alle verwendeten Komponenten müssen gut aufeinander abgestimmt sein, auch die Reihenfolge der Bildbearbeitungsschritte bestimmt das Ergebnis mit.

Viele werden die hervorragenden Makrofotos von Moosen unseres englischen Kollegen Des Callaghan bereits kennen (externer Link zur Callaghan-Website).

Bryum capillare, peristome; © Des Callaghan
Bryum capillare, peristome; By Des Callaghan (Own work) [BY-SA 4.0]

Die von ihm verwendete Apparatur ist hier dargestellt, das damit aufgenommene Peristom von Bryum capillare ebenfalls zu sehen. Klicken auf die Bilder öffnet eine größere Version bzw. führt zur Website von Des Callaghan.

Er beschreibt seine Apparatur wie folgt: "You asked about the set-up. I remember I made some notes last year, which I’ve added to below. The image shows a slightly older version of the set-up, though the present one is essentially the same.

Photography setup by Des Callaghan; (c) Des Callaghan
Photography setup by Des Callaghan;
By Des_Callaghan (Own work) [BY-SA 4.0]
It comprises:
  1. Stackshot controller coupled to (2)
  2. Stepper motor coupled to the fine-focus knob of the microscope via a DIY gear-and-pulley system
  3. Olympus BX51 microscope
  4. 2x Manfrotto Hydrostat Arms
  5. Canon Macro Twin Lite MT-24EX
  6. Diffusers for flash heads (no longer used)
  7. Pieces of polystyrene cup (act as light diffusers)
  8. Camera adapter (eBay Item No 111049182946), which allows direct projection from the microscope objective onto the camera sensor (i.e. no need for a relay lens)
  9. Canon 600D/T3i camera
  10. Cable connection from microscope to computer running Canon EOS Utility (allows control of the camera from the computer and sends images from the camera straight to the computer hard drive)
  11. Vibration isolation platform (www.herz-f.co.jp) (I’m not sure if this is really needed with flash photography)

The microscope objectives that I use for the reflected light photographs are from the Olympus LMPlanFl range. The set-up sends the RAW files to my laptop via the EOS Utility software. I then load them into Lightroom and delete any unnecessary frames. From Lightroom, I send them to the stacking software (Zerene Stacker), which converts them to 16-bit tiffs. The final stacked image (16-bit tiff) is then loaded into Photoshop for improvement, including levels, colour and, as far as possible, removing halos. Finally, I apply noise reduction with Topaz DeNoise, sharpen with Topaz Detail and convert to jpg. A single image, from start to finish, usually takes several hours, not including those I sometimes abandon half-way through!"

Exkursionsmikroskope

Microlejeunea ulicina (bleich) über Metzgeria furcata; Foto: Stapper
Microlejeunea ulicina (bleich) über Metzgeria furcata; Foto: Stapper

Sicherlich kann man mit einer guten Lupe viele Moose bereits im Gelände ansprechen. Spätestens bei ausgesprochenen Winzlingen, wie z. B. Lebermoosen aus der Gattung Microlejeunea (siehe Bild rechts) und ähnlichen benötigt man ein Mikroskop. Ist man längere Zeit unterwegs und findet Arten, die man bis dahin noch nie gesehen hat, dann hilft ein Mikroskop die abends aufkommende Neugier zu befriedigen: Ist die Lamina mehrschichtig? Wie sehen die Papillen aus, wie die Zähnchen am Blattrand, wie die Oberfläche der Hornmoossporen? Für Flechten: Wie viele Sporen sind im Ascus, sind sie ein- oder mehrzellig?

Ein einfaches Kursmikroskop reicht für diesen Zweck zwar völlig aus, ist allerdings auch recht schwer, was bei Flugreisen und insbesondere beim Transport im Rucksack über weite Strecken bis zum eigentlichen Untersuchungsgebiet sehr hinderlich ist. Während das einfache Kursmikroskop billig ist, kosten so genannte Exkursionsmikroskope mindestens ebenso viel wie eine gute Spiegelreflexkamera und sind dabei noch kleiner und leichter. Ein legendäres Exkursionsmikroskop ist das "Nikon model H field microscope" (siehe auch diesen Beitrag), für das Liebhaber heute extrem hohe Preise bezahlen. Grundprinzip: Gefalteter Strahlengang und daher sehr kompakte Bauweise.

Exkursionsmikroskop FM31 von SWIFT, die Beleuchtung ist eine Eigenkonstruktion; Foto: Stapper
Exkursionsmikroskop FM31 von SWIFT, die Beleuchtung ist eine Eigenkonstruktion; Foto: Stapper

Diesem Gerät ähnlich ist das SWIFT FM31 Field Microsope, das auch heute noch produziert wird. Zahlreiche Bilder dieses Gerätes finden Sie auf der Website von Dominique Voisin, der dieses kleine Mikroskop auf seinen Algenexkursionen verwendet. In einem Moosexkursions-Bericht von NJ Stapper wird der Einsatz des abgebildeten Exemplars beschrieben, und auch der Artikel von Wayne Lanier zeigt, wie vielseitig so ein Gerät verwendet werden kann. Es ist also nicht nur ein Kuriosum, das vielleicht abendlichen Gesprächsstoff garantiert, sondern ein vollwertiges, leistungsfähiges Mikroskop! Als Ergänzung zu den beiden Artikeln sei angemerkt, dass man sich unbedingt um eine stabile Unterlage bemühen sollte, da das schmale Mikroskop leicht umkippt. Es verfügt auf der Unterseite über ein Standard-Fotostativgewinde, mit dem man es z. B. auf ein Sperrholzbrett montieren kann. Der Original-Objektführer ist angeblich nicht mehr erhältlich, aber praktisch unverzichtbar. Mit etwas Geschick kann man einen Objektführer eines anderen Herstellers adaptieren.

Mit dem Suchbegriff "field microscope" findet man im Internet zahlreiche, weitere Geräte, über deren praktische Eignung der Autor keine eigenen Erfahrungen hat. Wenn also hier nur über das FM31 berichtet wird, darf das nicht als eine Abwertung anderer Exkursionsmikroskope interpretiert werden!

Dünnschnitte von Flechten und Moosen

(Text: Ralf Wagner)

Von Moos- und Flechtenmaterial kann man mit etwas Übung ausreichend dünne Handschnitte anfertigen und muss somit kein teures Mikrotom anschaffen. Benötigt wird lediglich eine (halbierte) Rasierklinge, ein Stereomikroskop und als Einbettmedium PEG 1500 (Polyethylenglykol).

Man beginnt mit dem getrockneten Material. Vor dem Schneiden legt man das trockene Material für 24 h in eine 20 % wässrige Lösung von PEG 1500. Dann legt man das nasse, mit PEG-Lösung durchtränkte Blatt oder einen Teil davon auf einen Objektträger und lässt das Wasser verdunsten (ca. 24 h). Anschließend ist das Objekt mit PEG imprägniert (eingebettet) und gleichzeitig auf dem Objektträger leicht festgeklebt.

Dann beginnt das Schneiden unter dem Stereomikroskop. Den linken Zeigefinger legt man dazu auf das Objekt und schneidet dann mit der Rasierklinge entlang der Fingerkuppe einmal großzügig einen Streifen ab. Dann hat man eine gerade Schnittkante und von dort aus beginnt man. Wenn man jetzt den linken Zeigefinger ein wenig zurücknimmt oder die Rasierklinge etwas fester an die Fingerkuppe drückt, erhält man einen ersten Schnitt. Etwas Übung braucht man schon, und mit der Zeit entwickelt sich ein motorisches Feingefühl, das zu hinreichend dünnen Schnitten führt.

Die Schnitte legt man in 10%ige PEG Lösung, damit sich das PEG nicht zu rasch wieder auflöst und dabei den Schnitt beschädigt. Querschnitte von Flechten kann man ohne weitere Färbung in Euparal einschließen und dann untersuchen. Bei Moosen, insbesondere bei Torfmoosen, wird man vor der mikroskopischen Untersuchung einfärben wollen und dann untersucht man das Material direkt in Wasser.

Literatur zur Einbettung in PEG:

  • Halle W (1959): Die Verwendung von wasserlöslichen Polywachsen als Einbettungsmittel in der histochemischen und histologischen Technik. Mikrokosmos Band 48, Seite 275
  • Türler S (1972): Ein ideales Einbettungsmittel? Erfolge und Schwierigkeiten mit Polyäthylenglykol. Mikrokosmos Band 61, Seite 91
  • Theiler R (1973): Polyäthylenglykol als Hilfsmittel beim Gefrierschneiden. Mikrokosmos Band 62, Seite 59
  • Krauter D (1979): Das Kosmos-Mikrotom. 3. Wahl der Objekte. Durchtränkung mit Paraffin oder Polyäthylenglykol. Mikrokosmos Band 68, Seite 144
  • Jentzen A (1988): Erfahrungen mit Histowachs. Mikrokosmos Band 77, Seite 57
  • Pareto A (1989): Rasches Einbettungsverfahren für krautige Pflanzenteile in Polyäthylenglykol. Mikrokosmos Band 78, Seite 255
  • Pareto A (1989): Polyethylenglykol als besonders gut geeignetes Einbettungsmedium für trockene Samenschalen von Leguminosen. Mikrokosmos Band 78, Seite 337
  • Gruber M (1989): Einbettung von Pflanzenteilen in Polyethylenglykol. Herstellung von perfekten Dünnschnitten mit dem Handmikrotom. Mikrokosmos Band 78, Seite 124

Aktualisierter und stark erweiterter Text basierend auf der ersten Version dieses Dokumentes von 2005,
Autoren (soweit nicht anders angegeben): JP Frahm & NJ Stapper. Bearbeitung: NJ Stapper.

Hinweis: Angaben zur Bestimmungsliteratur, Roten Listen oder Software werden laufend aktualisiert und sind zu keinem Zeitpunkt vollständig.